實驗方法原理 鈉通道在多種細胞尤其是在神經、肌肉等可興奮細胞中廣泛存在。鈉電流（ⅠNa）是快反應細胞上最重要的除極離子流，與細胞的興奮性密切相關。鈉通道在膜電位-70～-65 mV開始激活，產生一迅速激活并迅速失活的內向電流，最大電流峰值在膜電位-40 ～-30 mV，反轉電位為+30 mV左右。在參數設計上應使膜電位鉗制在-80 mV以下，此時給予不同程度的去極化階躍電壓，則可得到鈉電流，由于鈉通道激活和失活均很快，屬于快通道，因此，刺激脈沖波寬常為20～50 ms。當靜息膜電位升至-50 mV左右，可使Na+通道完全失活，不能引起鈉通道開放。為證實所測電流為鈉電流，常借助于工具藥，如細胞外液中河豚毒（TTX）或Ⅰ類抗心律失常藥來選擇性阻斷鈉通道。
實驗材料 成年大鼠
試劑、試劑盒 人工腦脊液成分：NaClKClNaH2PO4 NaHCO3CaCl2MgSO4 HEPES GlucoseTEA 4-AP電極內液成分CsF EGTA HEPES TEA
儀器、耗材 膜片鉗放大器微電極拉制器倒置顯微鏡三維操縱器電極拋光儀玻璃微電極恒溫水浴箱切片機哺乳類動物手術器械氧氣瓶
實驗步驟
1． 海馬神經細胞的急性分離方法
將大鼠以20%烏拉坦1g/kg（5ml/kg）麻醉后斷頭，立即取出腦組織并迅速置入低溫人工腦脊液(0℃～4℃)中10～20ｓ，然后于大腦半球腹內側分離出海馬，將海馬切成400μm的薄片，置于人工腦脊液內孵育30 min后，更換為含1g/L胰蛋白酶的人工腦脊液酶解40min。用人工腦脊液沖洗腦片3次后，再將腦片置于人工腦脊液內孵育待用，上述孵育和酶解過程中，溶液需保持在32℃并連續通以5%CO2+95%O2混合氣。最后，將部分腦片移入盛有氧飽和的人工腦脊液的離心管內，先后用尖端經熱處理的直徑為400μm和150μm左右的吸管輕輕吹打，直至單個海馬神經元分離；取上部細胞懸液，加入培養皿內，約20min后細胞貼壁，即可在倒置顯微鏡下觀察細胞形態，并進行膜片鉗記錄。
2． 玻璃微電極的制作
用微電極拉制器將玻璃毛細管分兩步拉制成尖端直徑約為 lμm的微電極；為了提高封接的成功率，可將微電極尖端在顯微鏡下接近拋光儀的熱源進行拋光。然后用注射針從電極尾部充灌電極內液到微電極中備用。
3． 儀器的連接 （見圖1）
4． 高阻抗封接的形成
將分離的大鼠海馬單個細胞置于倒置顯微鏡的浴槽中，待細胞貼壁后，在三維液壓操縱器推進下，使內充電極內液的微電極尖端進入浴液。由膜片鉗放大器向微電極發放一電壓為 10mV、波寬為40 ms的方波脈沖信號，觀察封接形成過程。當微電極尖端與細胞表面接觸后，可見應答電流減小，再向微電極尖端施以負壓，使應答電流進一步減小至零，則形成G歐姆封接。
5． 大鼠海馬神經細胞單通道鈉電流的記錄
在微電極與細胞膜封接電阻達到G歐姆級后，即形成細胞貼附式記錄模式，此時，如給予膜片一個保持電位-120 mV、指令電位-50 mV的刺激，即可以記錄到海馬神經細胞的單通道電流（圖2）。
6． 大鼠海馬神經細胞全細胞鈉電流的記錄
在記錄到單通道電流后，可經微電極給予負壓吸引或電脈沖擊破電極尖端的膜片，使電極內液與細胞內液相通，則形成了全細胞記錄模式，調節快電容補償，抵消電容性尖峰，調節放大器的慢電容補償和串聯電阻補償來抵消瞬態電流。在電壓鉗制模式下，給細胞以如下參數刺激：保持電位為-120 mV，指令電壓-90～-25 mV，脈沖階躍為 10 mV，刺激頻率為 0.5 Hz，持續時間為 40 ms，即可引導出全細胞鈉通道電流（圖２２－１４）。如在浴液中給予河豚毒（TTX） 50μmol/L或給予I類抗心律失常藥普羅帕酮 20 μmol／L，灌流 10 min后，再給細胞以上述刺激，可觀察到鈉電流幅度的變化。
注意事項
1． 在分離細胞時，注意調整胰蛋白酶用量和消化時間，防止過度消化造成細胞損害。
2． 選擇貼壁良好、立體感強、折光性好、表面光滑的細胞進行實驗。
3． 微電極尖端拋光，將有利高阻抗封接的形成并提高實驗成功率。