樣本制備：
在最后一次用測試化學品后的適當時間，對動物實施安樂死。收集選定的組織,而同時采集同一組織的一部分,放置在甲醛溶液或適當的固定劑可能組織病理學分析。彗星實驗的組織被放置在切碎緩沖液中，用冷切碎緩沖液充分沖洗以去除殘留的血液，并儲存在冰冷的切碎緩沖液中，直到處理完畢。原位灌注也可進行，如肝、腎灌注。
玻片準備：單細胞懸液制備后，應盡快(最好在1小時內)制備載玻片，但動物死亡與載玻片制備之間的溫度和時間應嚴格控制，并在實驗室條件下進行驗證。向低熔點瓊脂糖(通常0.5-1.0%)中加入細胞懸浮液的體積，使玻片的低熔點瓊脂糖百分比不應降低到0.45%以下。最佳的細胞密度將由用來給彗星評分的圖像分析系統決定。
細胞裂解：裂解條件也是一個關鍵變量，可能會干擾特定類型的DNA修飾(某些DNA烷基化和堿基內收)導致的鏈斷裂。因此，我們建議在實驗中對所有玻片的裂解條件盡可能保持恒定。準備好后，應在約2-8攝氏度的弱光條件下(如黃光(或防光)，將載玻片浸入冷凍溶解液中至少1小時(或過夜)，以避免暴露在可能含有紫外線成分的白光下。在此潛伏期之后，在堿液展開步驟之前，應沖洗載玻片以除去殘留的洗滌劑和鹽。這可以用純凈水、中和緩沖液或磷酸鹽緩沖液來完成。也可以使用電泳緩沖液。這將維持電泳室的堿性條件。
解旋和電泳：將載玻片隨機放置在含有足夠電泳溶液的潛電泳裝置的平臺上，使載玻片表面完全覆蓋(每次覆蓋的深度也應一致)。在其他類型的彗星試驗電泳裝置，即主動冷卻，循環和高容量電源，較高的解決方案覆蓋將導致更高的電流，而電壓保持不變。在電泳槽內放置載玻片應采用平衡設計，以減輕槽內任何趨勢或邊緣效應的影響，并盡量減少批與批之間的差異，即，在每次電泳中，研究中每個動物的載玻片數量應相同，并應包括來自不同劑量組(陰性和陽性對照)的樣本。應該留給DNA解旋至少20分鐘,然后進行電泳受控條件下,測定的靈敏度和動態范圍最大化(即導致尾部DNA百分比的可接受水平的正面和負面的控制靈敏度最大化)。DNA遷移水平與電泳時間線性相關，也與電位(V/cm)線性相關。根據JaCVAM試驗，這可能是0.7
V/cm，持續至少20分鐘。電泳時間被認為是一個關鍵的變量，需要設置電泳時間來優化動態范圍。較長的電泳時間(如30或40分鐘，以提高靈敏度)通常會導致較強的陽性反應已知的誘變。然而，較長的電泳時間也可能導致過度遷移的控制樣本。在每個實驗中，電壓應保持恒定，其他參數的變異性應在一個較窄的指定范圍內。調節緩沖深度，達到要求，并在整個實驗過程中保持。應記錄電泳開始和結束時的電流。因此，最佳條件應在實驗室中與所研究的每個組織有關的熟練程度的初步演示期間確定。通過展開和電泳的電泳溶液的溫度應保持在低溫下，通常為2-10oC(10)。
電泳完成后，將載玻片在中和緩沖液中浸泡/沖洗至少5分鐘。凝膠可以被染色并標記為“新鮮”(例如在1-2天內)，也可以被脫水以便以后的標記(例如在染色后1-2周內)。但是，這些條件應該在熟練程度的展示過程中得到驗證，并且應該為每個條件分別獲得和保留歷史數據。如果是后者，則應將玻片浸入無水乙醇中脫水至少5分鐘，風干，然后儲存在室溫或冰箱容器中。
測量方法：彗星應該使用自動化或半自動化的圖像分析系統進行定量評分。用合適的熒光染色劑對載玻片進行染色，并在配備有超熒光和適當檢測器的顯微鏡或數碼相機上進行適當放大(如200x)的測量。
根據彗星圖像圖譜的描述，細胞可以分為三種類型，即可分析、不可分析和“刺猬。只有可分析的細胞(明確定義的頭部和尾部，不干擾相鄰的細胞)應該為%的尾部DNA，以避免人為干擾。刺猬的頻率應該根據每個樣本至少150個細胞的視覺評分(因為缺少一個清晰定義的頭部意味著它們不容易被圖像分析檢測到)來確定，并單獨記錄下來。
所有用于分析的玻片，包括陽性和陰性對照的玻片，都應獨立編碼并進行“盲法”評分，以便評分者不知道情況。對于每個樣本(每個動物的每個組織)，至少應該分析150個細胞(刺猬除外)。分析150細胞/動物至少5動物每劑，提供足夠的統計能力。
彗星DNA鏈斷裂可以通過尾DNA %、尾長和尾力矩等獨立端點來測量。如果使用適當的圖像軟件分析儀系統，就可以進行這三種測量。然而，推薦將%尾DNA(也稱為%尾強度)用于結果的評估和解釋，并由以細胞總強度百分比表示的尾DNA片段強度決定。
數據處理和結果判斷
在實驗條件下，陽性對照組的尾DNA%的與陰性對照相比具有統計學意義上的增加（p<0.05）時，判定試驗系統有效。
在試驗系統判定有效的前提下，同時滿足以下三個條件，則判定受試樣品為陽性結果：
（1） 尾DNA%的在某個單獨劑量組顯著升高；
（2） 尾DNA%隨試驗樣品濃度升高有顯著增加趨勢；
（3） 受試物組的尾DNA%全部超過陰性背景數據范圍。
在判定陽性結果時，如僅符合上述標準中的一個或兩個，除統計學意義外，還應考慮其生物學意義。
如全部不符合上述3個，則判定為陰性結果。
試驗報告
試驗報告應包括以下內容：
（1）受試物來源如批號；
（2）測試化學品的穩定性、使用限制日期或已知的重新分析日期;
（3）化學識別，如IUPAC或CAS名稱、CAS編號、SMILES或InChI代碼、結構公式、純度、雜質的化學識別(視情況和實際可行)等。
（4）多組分物質，UVBCs和混合物, 盡可能用化學特性(見上文)、定量發生和表征化學成分的相關理化性質。
（5）溶劑選擇的理由，已知測試化學品在溶劑/溶媒中的溶解性和穩定性;劑量制劑的制備;對配方(例如穩定性、均勻性、名義濃度)的分析測定;
（6）實驗動物：所使用的品種，以及作出選擇的科學和倫理理由;動物的數目、年齡和性別;來源、居住條件、飲食、營養等;試驗開始和結束時動物的體重，包括每組動物體重的范圍、平均值和標準差;
（7）測試條件：陽性和陰性控制數據;測距研究的結果(如進行);劑量水平選擇的理由;測試化學制劑的詳細資料;測試化學品的管理詳情;行政路線的基本原理;注射部位(用于皮下或靜脈注射研究);樣品制備方法，如有，組織病理學分析，特別是對彗星反應陽性的物質;
（8組織選擇的基本原理;
如果檢測結果為陰性，則驗證該測試化學品是否達到目標組織或一般循環的方法;
根據膳食/飲用水試驗化學濃度(ppm)和消耗量(如適用)計算的實際劑量(mg/kg體重/日);
飲食及水質詳情;詳細說明實驗方案和取樣計劃以及選擇的理由(如有毒物動力學數據);-止痛、鎮痛方法;-安樂死的方法;分離和保存組織的程序;制備單細胞懸液的方法;所有試劑的來源和批號(如有可能);評價細胞毒性的方法;電泳條件;使用染色技術；評價和測量彗星的方法;
（9）結果:對每只動物在試驗前和整個試驗期間進行一般臨床觀察(如有);進行細胞毒性試驗的證據;超過一周的研究:研究期間的個體體重，包括各組體重范圍、平均值和標準差;
劑量-反應關系明顯;對于每個組織/動物，%的尾部DNA(或其他測量方法，如果選擇)和每張玻片的中位數，每只動物的平均值和每組的平均值;同步和歷史陰性對照數據，包括評估的每個組織的范圍、平均值/中位數和標準差;并發和歷史正控制數據;對于肝臟以外的組織，使用陽性對照的劑量-反應曲線。
（10）應用的統計分析和方法;
（11）討論結果和結論