膠體金試紙條的測試原理

膠體金快速檢測卡是采用膠體金免疫層析技術研制而成的，此技術是90年代初在免疫滲透技術的基礎上建立的一種快捷簡單的免疫學檢測技術，市場上一般用到的有雙抗體夾心法、雙抗原夾心法、小分子競爭法等等。 膠體金是氯金酸(HAuCl4)在還原劑如白磷、抗壞血酸、枸櫞酸鈉、鞣酸等作用下，金離子還原后聚合成的一定大小的金顆粒，它由一個基礎的晶核（11個金原子形成的二十面體）和包圍在外的雙離子層構成（內層為負離子層AuCl2－，外層是帶正電荷的H＋）。由于靜電作用，金顆粒之間相互排斥而懸浮成為一種穩定的膠體狀態，形成帶負電的疏水膠溶液，故稱膠體金。 。質量差的溶液燒制后，液面有漂浮物，大小不一，形狀各異。膠體金顆粒大小，決定了我們用肉眼觀察到的膠體金溶液顏色，由紅到紫色。 膠體金一般在弱堿環境下帶負電荷，會與蛋白質分子的正電荷基團形成牢固的結合，一般稱這種結合叫靜電結合，所以不影響蛋白質的生物特性。除了與蛋白質結合以外，它還可以與許多其它生物大分子結合，如SPA、PHA、ConA等。根據膠體金的一些物理性狀，如高電子密度、顆粒大小、形狀及顏色反應，加上結合物的免疫和生物學特性，從而使膠體金廣泛地應用于免疫學、組織學、病理學和細胞生物學等領域。 膠體金標記技術，實質上是蛋白質等高分子被吸附到膠體金顆粒表面的包被過程。用于膠體金標記的蛋白必須要經過前處理，其目的在于 1、去除高濃度的鹽分，高濃度的鹽分往往干擾蛋白與膠體金的吸附結合，或導致膠體金粒子的凝聚，這一步往往采用低濃度緩沖液來進行。 2、使蛋白分子盡量分散為單體，凍干蛋白或高濃度蛋白溶液中蛋白分子往往凝聚為多聚體大分子，可同時與多個膠體金粒子結合，影響標記的靈敏度和定量分析。 3、使蛋白具有適當的分子量。蛋白分子量過小（30 kD），形成的蛋白復合體往往是不穩定，可短時間內失活。而分子量過大時，被認為影響探針的靈敏度，特別是已知蛋白的結構與活性中心的情況下，去除對活性影響的結構部分是提高標記靈敏度，延長探針壽命（防止凝集）的有效辦法。把分子量過小的蛋白與其它蛋白（如牛血清蛋白等）結合后，能制備出穩定性更強的探針。 當蛋白前處理完成后，接著要確定膠體金與蛋白結合的最佳pH值。對于理化性質不確定的蛋白這一步尤為重要。過量的蛋白與不同pH值的膠體金結合后，只有某一特定pH值能夠形成結合最穩定的探針。在高濃度電解質（如NaCl）作用下不會凝聚。不同蛋白的適宜pH范圍的寬窄大不相同。一般選擇最小適宜pH值為最佳pH值。但有些探針的實際情況并不完全如此，最穩定的探針并不完全代表活性最好，這要靠實驗驗證。 在確定最佳pH值后，最后要確定最小蛋白量，即能夠形成穩定探針的蛋白的最小量。如果在制備探針時加入太多的蛋白，不僅造成浪費，而且更為嚴重的是容易造成探針凝聚，并嚴重影響標記活性。因為探針溶液中的游離蛋白容易搶先與標記位點結合，起到“封閉”（Blocking）作用，而膠體金探針標記不上。在標記位點希少、被標記物含量較少的情況下要特別注意。 膠體金具有很高的動力學穩定性，在穩定因素不受破壞時自身凝聚極慢，可放置數年不發生凝聚。影響穩定的因素主要有電解質、溶膠濃度、溫度、非電解質等。金溶膠必須有少量電解質作穩定劑，但濃度不宜過高。高濃度親水性非電解質能剝去膠粒外面的水化膜使其凝聚。少量的高分子物質促使溶膠凝聚，但一定量的高分子物質反而可增加溶膠穩定性，如蛋白質、葡萄糖、PEG20000等的加入有良好的穩定效果。. 當金溶膠吸附蛋白質后，溶膠的穩定性隨溶液pH而變化，而這種變化又取決于吸附蛋白質的等電點，如ConA，過氧化物酶等，當pH較低時保持穩定，提高pH則顯得不穩定，接近等電點或略高時又變得穩定了。標記后的膠體金溶液可用0.2～0.5mg/ml PEG20000 作為穩定劑。在4～10℃貯存數月有效，不宜冰凍。貯存中可能會發生程度不同的凝聚，可離心除去。