轉染的分類

包括：
1.DEAE-葡聚糖法
DEAE-葡聚糖是最早應用哺乳動物細胞轉染試劑之一，DEAE-葡聚糖是陽離子多聚物，它與帶負電的核酸結合后接近細胞膜而被攝取，用DEAE-葡聚糖轉染成功地應用于瞬時表達的研究，但用于穩定轉染卻不是十分可靠。
2.磷酸鈣法
磷酸鈣法是磷酸鈣共沉淀轉染法，因為試劑易取得，價格便宜而被廣泛用于瞬時轉染和穩定轉染的研究，先將DNA和氯化鈣混合，然后加入到PBS中慢慢形成DNA磷酸鈣沉淀，最后把含有沉淀的混懸液加到培養的細胞上，通過細胞胞膜的內吞作用攝入DNA。磷酸鈣似乎還通過抑制血清中和細胞內的核酸酶活性而保護外源DNA免受降解.
3.人工脂質體法。
人工脂質體法采用陽離子脂質體，具有較高的轉染效率，不但可以轉染其他化學方法不易轉染的細胞系，而且還能轉染從寡核苷酸到人工酵母染色體不同長度的DNA，以及RNA,和蛋白質。此外，脂質體體外轉染同時適用于瞬時表達和穩定表達，與以往不同的是脂質體還可以介導DNA和RNA轉入動物和人的體內用于基因治療。LipoFiterTM脂質體轉染試劑(LipoFiterLiposomalTransfectionReagent)是一種適合于把質粒或其它形式的核酸,以及核酸蛋白復合物轉染到培養的真核細胞中的高效陽離子脂質體轉染試劑。它可以和帶負電荷的核酸結合后形成復合物，當復合物接近細胞膜時被內吞成為內體進入細胞質，隨后DNA復合物被釋放進入細胞核內，至于DNA是如何穿過核膜的，其機理目前還不十分清楚。 外源基因進入細胞主要有四種方法：電擊法、磷酸鈣法、脂質體介導法和病毒介導法。電擊法是在細胞上短時間暫時性的穿孔讓外源質粒進入；磷酸鈣法和脂質體法是利用不同的載體物質攜帶質粒通過直接穿膜或者膜融合的方法使得外源基因進入細胞；病毒法是利用包裝了外源基因的病毒感染細胞的方法使得其進入細胞。但是由于電擊法和磷酸鈣法的實驗條件控制較嚴、難度較大；病毒法的前期準備較復雜、而且可能對于細胞有較大影響；所以現在對于很多普通細胞系，一般的瞬時轉染方法多采用脂質體法。
利用脂質體轉染法最重要的就是防止其毒性，因此脂質體與質粒的比例，細胞密度以及轉染的時間長短和培養基中血清的含量都是影響轉染效率的重要問題，通過實驗摸索的合適轉染條件對于效率的提高有巨大的作用。 （1）材料
293T細胞、MyoD表達質粒和EGFP表達質粒、DMEM培養基、鏈霉素/青霉素（雙抗）、FCS（小牛血清）、PBS（磷酸鹽緩沖溶液）、胰酶/EDTA消化液、轉染試劑（TransFast）
（2）器材
20ul/200ul/1ml微量移液器和Tip頭酒精燈、廢液缸、血球計數板、渦旋振蕩器、恒溫水浴箱、臺式離心機、35mm培養皿、轉染管、15ml離心管、觀察用倒置顯微鏡熒光顯微鏡和CCD 細胞傳代
(1)試驗準備：200ul/1mlTip頭各一盒（以上物品均需高壓滅菌），酒精棉球，廢液缸，試管架，微量移液器，記號筆，培養皿，離心管。
(2)棄掉培養皿中的培養基，用1ml的PBS溶液洗滌兩次。
(3)用Tip頭加入1mlTrypsin液，消化1分鐘（37。C，5%CO2)。用手輕拍培養瓶壁，觀察到細胞完全從壁上脫落下來為止。
(4)加入1ml的含血清培養基終止反應。
(5)用Tip頭多次吹吸，使細胞完全分散開。
(6)將培養液裝入離心管中，1000rpm離心5min。
(7)用培養液重懸細胞，細胞計數后選擇0.8X106個細胞加入一個35mm培養皿。
(8)將合適體積完全培養液加入離心管中，混勻細胞后輕輕加入培養皿中，使其均勻分布。
(9)將培養皿轉入CO2培養箱中培養，第二天轉染。
細胞轉染
1）轉染試劑的準備
A.將400ul去核酸酶水加入管中，震蕩10秒鐘，溶解脂狀物。
B.震蕩后將試劑放在－20攝氏度保存，使用前還需震蕩。
2）選擇合適的混合比例（1：1－1：2/脂質體體積：DNA質量）來轉染細胞。在一個轉染管中加入合適體積的無血清培養基。加入合適質量的MyoD或者EGFP的DNA，震蕩后在加入合適體積的轉染試劑，再次震蕩。
5）將混合液在室溫放置10—15分鐘。
6)吸去培養板中的培養基，用PBS或者無血清培養基清洗一次。
7）加入混合液，將細胞放回培養箱中培養一個小時。
8）到時后，根據細胞種類決定是否移除混合液，之后加入完全培養基繼續培養24－48小時。
第二次細胞傳代
1） 在轉染后24小時，觀察實驗結果并記錄綠色熒光蛋白表達情況。
2） 再次進行細胞傳代，按照免疫染色合適的密度0.8X105個細胞/35mm培養皿將細胞重新放入培養皿中。
3） 在正常條件下培養24小時后按照染色要求條件固定。