Cell|染色質激活或抑制狀態決定了核小體分離的差異性

　　染色質結構通過促進或抑制該結構的轉錄可以控制基因組的功能和細胞身份認定。這些染色質結構中存在特定的組蛋白翻譯后修飾（posttranslational modifications，PTMs），它們與特定轉錄狀態相關，并可促進抑制性染色體結構的形成，影響基因的表達【1】。

　　為了在細胞分裂時依然保持基因表達程序的完整性，決定染色質結構的分子特征也需要在子代細胞中建立。建立不同類型染色質狀態的重要決定因素是組蛋白PTMs，主要存在于組蛋白H3和H4的尾巴上【2】。因此，在細胞分裂的過程中，除了DNA復制，親本核小體也需要重建，并分配到子代細胞中。確實，研究發現親本的經典組蛋白（比如復制依賴的組蛋白）會在復制叉后迅速重新組裝【3】。不同的研究組發現H3K9me3和H3K27me2/3可通過有絲分裂遺傳【4-6】。然而，這兩個組蛋白修飾都是與抑制性染色質結構相關。那么，親本中的核小體，以及它們攜帶的組蛋白PTMs是否都能遺傳到子代細胞相同的基因座位上呢？

　　2019年10月31日，來自紐約大學蘭戈恩醫學中心的Danny Reinberg教授課題組在Cell發表研究Active and Repressed Chromatin Domains Exhibit Distinct Nucleosome Segregation during DNA Replication，該研究發現在DNA復制時，激活與受抑制染色質區域的核小體分離是不同的。受抑制染色質結構中的核小體會被安置在子代細胞相同的基因區域，而激活型染色質結構中的核小體的分配則是彌散和隨機的。

　　為研究核小體的分離情況，研究者在候選基因座位不可逆的標記組蛋白H3.1和H3.2，以追蹤小鼠胚胎干細胞中核小體在細胞分裂時的變化。簡單來說，該方法通過鄰近蛋白標記技術【7, 8】，利用CRISPR為特定基因座位的H3.1和H3.2帶上生物素標記，經ChIP-qPCR檢測該生物素標記在細胞周期G1期和S期的豐度，以反應核小體的分離情況。若該位點H3.1和H3.2上的生物素標記在一次細胞分裂后下降一半，說明該核小體被安置在了兩個子代細胞的相同基因座位上；若該生物素修飾很快消失，說明子代細胞并未遺傳該基因座位的核小體。

　　研究者首先檢測了在胚胎干細胞中沉默表達的Hoxc6, Ebf1, Meis2基因的核小體分離情況。這些基因座位的核小體生物素水平隨細胞分裂逐漸減半，這提示受抑制的基因座位的核小體會被安置在子代細胞的相同位置。這與前人發現的H3K9me3和H3K27me2/3可通過有絲分裂遺傳的現象相印證。

　　那么，激活型染色質區域的核小體又是如何分離的呢？研究者檢測了在胚胎干細胞中被激活表達的Ccna2, Nanog和Pou5f1基因，發現該基因座位的生物素標記在細胞分裂后呈彌散狀態，豐度很低，這提示對于激活型染色質區域來說，親本核小體沒有精確的分配到子代細胞相應的基因座位，而是隨機分配的。

　　更有趣的是，在誘導胚胎干細胞分化時，Hoxc6基因由抑制轉為激活，它的核小體分配模式也由精確的同位點分配改為隨機分配。這說明親本核小體的局部分配，可以反映該染色質區域的活性狀態。

　　總的來說，該研究通過CRISPR引導的組蛋白生物素標記系統，研究了核小體在細胞分裂過程中的分配方式，并發現激活與受抑制的染色質區域的核小體分配方式的不同。

　　值得注意的是，在細胞周期的S期中，受抑制的染色質區域的復制要晚于激活型染色質區域。這個時間差異也導致常染色質的復制速率大于異染色質【9】。異染色質相對較慢的復制速度可能保證了核小體的精確分配，而常染色質中的PTMs則由相應的主調節因子（master regulators）直接識別相應DNA序列，并招募PTMs酶重新建立。

　　參考文獻

　　1. Campos, E.I., and Reinberg, D. (2009). Histones: annotating chromatin. Annu. Rev. Genet. 43, 559–599.

　　2. Stillman, B. (2018). Histone Modifications: Insights into Their Influence on Gene Expression. Cell 175, 6–9

　　3. Cusick, M.E., Herman, T.M., DePamphilis, M.L., and Wassarman, P.M. (1981). Structure of chromatin at deoxyribonucleic acid replication forks: prenucleosomal deoxyribonucleic acid is rapidly excised from replicating simian virus 40 chromosomes by micrococcal nuclease. Biochemistry 20, 6648–6658.

　　4. Grewal, S.I., and Moazed, D. (2003). Heterochromatin and epigenetic control of gene expression. Science 301, 798–802.

　　5. Margueron, R., and Reinberg, D. (2011). The Polycomb complex PRC2 and its mark in life. Nature 469, 343–349.

　　6. Margueron, R., Justin, N., Ohno, K., Sharpe, M.L., Son, J., Drury, W.J., 3rd,Voigt, P., Martin, S.R., Taylor, W.R., De Marco, V., et al. (2009). Role of the polycomb protein EED in the propagation of repressive histone marks. Nature 461, 762–767.

　　7. Kulyyassov, A., Shoaib, M., Pichugin, A., Kannouche, P., Ramanculov, E., Lipinski, M., and Ogryzko, V. (2011). PUB-MS: a mass spectrometry-based method to monitor protein-protein proximity in vivo. J. Proteome Res. 10, 4416–4427.

　　8. Shoaib, M., Kulyyassov, A., Robin, C., Winczura, K., Tarlykov, P., Despas, E.,Kannouche, P., Ramanculov, E., Lipinski, M., and Ogryzko, V. (2013). PUBNChIP–‘‘in vivo biotinylation’’ approach to study chromatin in proximity to a protein of interest. Genome Res. 23, 331–340.

　　9. Rhind, N., and Gilbert, D.M. (2013). DNA replication timing. Cold Spring Harb. Perspect. Biol. 5, a010132.