實驗概要
本實驗介紹了病毒TCID50測定（組織半數感染量）方法的操作步驟及注意事項。
實驗步驟
1. 準備細胞
取出一塊細胞培養板，每個孔大約傳8000～10000個細胞（一個T25瓶的細胞消化后加10ml培養液正好傳一塊96孔板，要傳勻）。每個孔的細胞鋪成單層大約60％豐度即可接種病毒（下午傳好板第二天早上就能用）。
細胞對照選取16個孔即可。滴定與對照可以在一塊培養板上進行，操作中注意不要竄孔。也可以分別在不同的細胞培養板上進行，但要保證實驗條件一致。
2. 稀釋待測病毒液。
A法為參考書上標準的操作方法
B法參照書將液體量減少后的結果
病毒稀釋液根據是否需要胰酶來選擇適合的液體，無論哪種都無血清。
A向每支試管中加入1.8ml病毒稀釋液。向1號試管中加入0.2ml病毒，依次10倍系列稀釋至適宜濃度，最后一支試管。
B在EP管中用無血清的孵育液10倍倍比稀釋病毒原液(10-1，10-2…10-10等)，根據病毒大致的滴度確定稀釋的倍數。首次滴定可以多稀釋幾個滴度。
根據接種的孔數稀釋病毒，常規每個稀釋度接種4孔，則每個稀釋度配500μl，即10-1為50μl加入450μl的孵育液中；如每個稀釋度接種8個孔，則各配制1ml，即10-1為100μl加入900μl孵育液中。若接種8個孔，則相應增加液體量。上述的配液并不是固定不變的，可以根據接種的量自行調整。
此步操作注意事項：
1）建議每個稀釋度接種8個孔，若要統計分析則還要增加至16個孔。
2）病毒稀釋過程中一定將病毒液與孵育液充分混勻。
此過程中需要使用加樣器和tip頭。使用前用75%乙醇擦拭加樣器，并用紫外線照射20min，確保無菌。使用新高壓的tip頭，外包裝一定在超凈臺（或安全柜中打開）。
3. 接種
取細胞培養板，用多道加樣器（又稱排槍）吸去96孔板中的培養液，吸取孵育液加在每孔中再輕輕吹打一次，然后吸出孵育液（此步目的是去除血清，因為血清能干擾病毒的吸附）。將稀釋好的病毒液加到96孔板上，每孔100μl，根據觀察的習慣，一般從右到左，從上到下，從高稀釋度到低稀釋度（10-1，10-2 ）到原液加樣。(切記：設置正常的細胞對照。每次實驗要重復4次，計算標準差。)
37℃CO2培養箱中孵育1h，取出培養板吸去病毒液（從低濃度向高濃度吸取可避免竄孔），加入維持液200μl繼續在37℃ CO2培養箱中培養。
4. 培養
將培養板放置于CO2培養箱。培養溫度，培養2天。
5. 測定結果
取出培養板，顯微鏡下觀察細胞病變。
計算方法
1) Spearman-Karber 法
2) Reed-Muench法
觀察CPE，找出能引起半數細胞瓶或管感染的病毒稀釋倍數，按計算出該病毒液的TCID50。